Les bactéries nécessitent des nutriments spécifiques pour leur croissance, et les milieux de culture sont formulés pour répondre à ces besoins nutritionnels. Comprendre les besoins nutritionnels et les types de milieux est essentiel pour cultiver, isoler et identifier les microorganismes en laboratoire.
Besoins Nutritionnels
Les macronutriments comprennent le carbone (l’élément le plus abondant, 50% du poids sec), l’azote (pour les protéines et les acides nucléiques, 12–15% du poids sec), le phosphore (pour les acides nucléiques et l’ATP), le soufre (pour les acides aminés et les cofacteurs) et les minéraux tels que Mg²⁺, K⁺, Ca²⁺ et Fe²⁺. Les micronutriments (oligo-éléments) comprennent le fer, le zinc, le manganèse, le cuivre, le cobalt, le molybdène et le nickel, nécessaires à des concentrations micromolaires ou nanomolaires pour le fonctionnement enzymatique. Les facteurs de croissance sont des composés organiques que les bactéries ne peuvent pas synthétiser, notamment les vitamines (biotine, thiamine, B₁₂), les acides aminés, les purines et les pyrimidines.
Classification Nutritionnelle
Les autotrophes utilisent le CO₂ comme seule source de carbone ; les photoautotrophes tirent leur énergie de la lumière (cyanobactéries), tandis que les chimioautotrophes tirent leur énergie de composés inorganiques (Nitrosomonas, Nitrobacter). Les hétérotrophes nécessitent des composés organiques carbonés — les photohétérotrophes utilisent la lumière mais nécessitent du carbone organique (certaines bactéries pourpres), et les chimiohétérotrophes tirent à la fois l’énergie et le carbone de composés organiques (la plupart des bactéries pathogènes). Les prototrophes peuvent synthétiser tous les composés organiques nécessaires à partir de sources de carbone simples, tandis que les auxotrophes ont perdu la capacité de synthétiser un ou plusieurs facteurs de croissance essentiels en raison de mutations.
Types de Milieux de Culture
Les milieux complexes contiennent des ingrédients non définis tels que des peptones (digests enzymatiques de protéines), de l’extrait de levure, de l’extrait de viande et de l’hydrolysat de caséine ; la gélose nutritive, la gélose trypticase soja (TSA) et le bouillon Luria-Bertani (LB) sont des exemples courants. Les milieux définis (synthétiques) ont tous les composants chimiquement définis et sont utilisés pour les études nutritionnelles et la recherche métabolique — le milieu minimal M9 contient des sels, du glucose et du NH₄Cl. Les milieux enrichis sont des milieux riches en nutriments qui soutiennent les organismes exigeants ; la gélose au sang (TSA avec 5% de sang de mouton) et la gélose chocolat (gélose au sang chauffée pour Neisseria et Haemophilus) en sont des exemples.
Milieux Sélectifs et Différentiels
Les milieux sélectifs contiennent des inhibiteurs qui suppriment les microorganismes indésirables tout permettant la croissance des organismes cibles. La gélose MacConkey utilise des sels biliaires et du violet cristal pour inhiber les bactéries Gram-positives, sélectionnant les Gram-négatives ; la gélose au mannitol sel utilise 7,5% de NaCl pour sélectionner les staphylocoques. Les milieux différentiels distinguent différents types de microorganismes en fonction de l’activité métabolique — la gélose MacConkey montre les fermentant le lactose en rose ou rouge et les non-fermentants en incolore, tandis que la gélose EMB donne à E. coli un éclat métallique vert. Les propriétés sélectives et différentielles sont souvent combinées dans un seul milieu, comme avec la gélose MacConkey.
Milieux Spécialisés
Les milieux anaérobies fournissent un environnement réduit en oxygène avec des agents réducteurs (cystéine, thioglycolate de sodium) et de la résazurine comme indicateur redox ; le milieu viande cuite et le bouillon au thioglycolate soutiennent les anaérobies obligatoires. Les milieux de transport maintiennent la viabilité des organismes délicats pendant le transport sans favoriser la croissance — le milieu de Stuart et le milieu de Cary-Blair préservent les pathogènes pour l’analyse en laboratoire clinique. Les milieux indicateurs contiennent des substrats et des indicateurs qui produisent un changement visible en réponse à des activités enzymatiques spécifiques ; la gélose au fer triple sucre (TSI) teste la fermentation des glucides et la production de H₂S.
Stérilisation des Milieux
L’autoclavage à 121°C pendant 15 minutes est la méthode standard pour stériliser les milieux thermostables, tandis que les milieux contenant du glucose sont autoclavés à une température réduite (115°C) pour éviter la caramélisation. Les milieux thermosensibles (ex. ceux contenant du sérum, des antibiotiques ou des vitamines) sont stérilisés par filtration sur membrane avec une taille de pores de 0,22 µm. Pour le contrôle qualité, chaque lot de milieu est testé pour la stérilité par incubation à 35°C pendant 48 heures et pour le soutien de la croissance en utilisant des souches de référence (cultures ATCC).
Facteurs Affectant la Croissance en Culture
La classification par température comprend les psychrophiles (−5 à 20°C), les mésophiles (20–45°C, incluant la plupart des pathogènes à 35–37°C), les thermophiles (45–80°C) et les hyperthermophiles (>80°C). La plupart des bactéries croissent de manière optimale à pH 6,5–7,5, bien que les acidophiles (ex. Lactobacillus, Helicobacter) préfèrent pH 2–5 et les alcalophiles (ex. Vibrio cholerae) préfèrent pH 8–10. Concernant les besoins en oxygène, les aérobies obligatoires nécessitent O₂, les anaérobies obligatoires sont tués par O₂, les anaérobies facultatifs croissent avec ou sans O₂, et les microaérophiles nécessitent un O₂ réduit (5–10%).
