As interações proteína-proteína são os contatos físicos entre proteínas que fundamentam todos os processos celulares. As proteínas raramente atuam isoladamente, mas funcionam como componentes de redes de interação complexas, formando complexos transitórios ou estáveis que realizam funções biológicas.

Tipos de Interações

As interações proteína-proteína variam de complexos estáveis e permanentes, como o ribossomo ou proteassomo, a interações transitórias que se formam e dissociam em resposta a eventos de sinalização. As interações podem ser obrigatórias, onde as subunidades são instáveis isoladamente, ou não obrigatórias, onde as proteínas individuais são estáveis por si só. As interfaces de complexos estáveis tendem a ser maiores e mais hidrofóbicas que as de interações transitórias, que frequentemente envolvem resíduos polares e carregados.

Superfícies de Interação

As interfaces proteína-proteína tipicamente enterram 600 a 2000 angstroms quadrados de área de superfície acessível ao solvente. As interfaces são enriquecidas em resíduos hidrofóbicos, que são enterrados após a formação do complexo, e frequentemente contêm uma mancha hidrofóbica central rodeada por interações polares. Pontos críticos são resíduos que contribuem desproporcionalmente para a energia de ligação, tipicamente triptofano, arginina e tirosina. Esses resíduos de pontos críticos são rodeados por resíduos energeticamente menos importantes que excluem água da interface.

Afinidade de Ligação e Cinética

A força de uma interação proteína-proteína é descrita pela constante de dissociação, que pode variar de picomolar para interações de alta afinidade a micromolar para interações fracas e transitórias. O Kd é determinado pelas taxas de associação e dissociação. As taxas de associação são influenciadas pelo direcionamento eletrostático, onde cargas complementares nas duas proteínas aceleram seu encontro. As taxas de dissociação determinam o tempo de vida da interação, com dissociação lenta produzindo complexos de longa duração e dissociação rápida permitindo rápida terminação do sinal.

Co-Imunoprecipitação

A co-imunoprecipitação é um método amplamente usado para detectar interações proteína-proteína. Um anticorpo contra uma proteína isca é usado para capturá-la juntamente com seus parceiros de interação de lisados celulares. As proteínas precipitadas são separadas por SDS-PAGE e identificadas por western blotting ou espectrometria de massas. A Co-IP pode detectar interações sob condições quase fisiológicas, mas pode identificar interações indiretas e pode perder interações fracas ou transitórias. A marcação por epítopo, onde uma etiqueta peptídica como FLAG ou HA é fusionada à proteína isca, permite captura usando anticorpos de etiqueta bem caracterizados.

Purificação por Afinidade Acoplada à Espectrometria de Massas

A AP-MS combina purificação por afinidade de uma proteína isca marcada com identificação por espectrometria de massas de seus parceiros de interação. A etiqueta é expressa como uma proteína de fusão em células, e o complexo proteico é purificado sob condições suaves usando a etiqueta como alça. O complexo purificado é digerido com tripsina, e os peptídeos são identificados por espectrometria de massas. Purificações de controle de células não marcadas distinguem interatores específicos de contaminantes. AP-MS quantitativa usando SILAC ou métodos sem marcação fornece discriminação adicional.

Duplo-Híbrido em Levedura

O sistema de duplo-híbrido em levedura detecta interações binárias proteína-proteína em células de levedura vivas. A proteína isca é fusionada ao domínio de ligação ao DNA de um fator de transcrição, e a proteína presa é fusionada ao domínio de ativação. Se isca e presa interagem, o fator de transcrição é reconstituído, ativando a expressão de genes repórteres. Y2H é escalável para triagem de alto rendimento, onde uma proteína isca é testada contra bibliotecas de proteínas presa. No entanto, o Y2H detecta interações no núcleo da levedura, o que pode não refletir o ambiente natural das proteínas, e tem altas taxas de falso-positivo e falso-negativo.

Ressonância de Plásmon de Superfície

A ressonância de plásmon de superfície mede a ligação em tempo real entre uma proteína imobilizada em um chip sensor e seu parceiro de interação em solução. SPR fornece informação cinética, incluindo constantes de taxa de associação e dissociação, a partir das quais a constante de dissociação de equilíbrio é calculada. A técnica é livre de marcadores e pode medir interações em uma ampla faixa de afinidades. SPR é amplamente usada na descoberta de fármacos para caracterizar interações anticorpo-antígeno e para triar inibidores de interações proteína-proteína.

Transferência de Energia por Ressonância de Förster

FRET detecta interações proteína-proteína em células vivas medindo a transferência de energia entre um fluoróforo doador e um aceptor ligados a duas proteínas que interagem. Quando as proteínas estão a menos de 10 nanômetros e na orientação correta, a excitação do doador leva à emissão do aceptor. FRET pode ser medido por microscopia de fluorescência, permitindo análise espacial e temporal de interações. Variantes incluem FRAP, que mede mobilidade e ligação de proteínas, e BRET, que usa doadores bioluminescentes para evitar problemas com fotobranqueamento.