Las interacciones proteína-proteína son los contactos físicos entre proteínas que subyacen a todos los procesos celulares. Las proteínas rara vez actúan de forma aislada sino que funcionan como componentes de redes de interacción complejas, formando complejos transitorios o estables que llevan a cabo funciones biológicas.

Tipos de Interacciones

Las interacciones proteína-proteína van desde complejos estables y permanentes como el ribosoma o el proteasoma, hasta interacciones transitorias que se forman y disocian en respuesta a eventos de señalización. Las interacciones pueden ser obligadas, donde las subunidades son inestables en aislamiento, o no obligadas, donde las proteínas individuales son estables por sí mismas. Las interfaces de los complejos estables tienden a ser más grandes y más hidrofóbicas que las de las interacciones transitorias, que a menudo involucran residuos polares y cargados.

Superficies de Interacción

Las interfaces proteína-proteína típicamente entierran de 600 a 2000 angstroms cuadrados de área superficial accesible al solvente. Las interfaces están enriquecidas en residuos hidrofóbicos, que quedan enterrados tras la formación del complejo, y a menudo contienen un parche hidrofóbico central rodeado de interacciones polares. Los puntos calientes son residuos que contribuyen desproporcionadamente a la energía de unión, típicamente triptófano, arginina y tirosina. Estos residuos de puntos calientes están rodeados de residuos energéticamente menos importantes que excluyen el agua de la interfaz.

Afinidad y Cinética de Unión

La fuerza de una interacción proteína-proteína se describe mediante la constante de disociación, que puede variar desde picomolar para interacciones de alta afinidad hasta micromolar para interacciones débiles y transitorias. El Kd está determinado por las tasas de asociación y disociación. Las tasas de asociación están influenciadas por la dirección electrostática, donde las cargas complementarias en las dos proteínas aceleran su encuentro. Las tasas de disociación determinan la vida útil de la interacción, produciendo la disociación lenta complejos de larga duración y la disociación rápida permitiendo una terminación rápida de la señal.

Co-Inmunoprecipitación

La co-inmunoprecipitación es un método ampliamente utilizado para detectar interacciones proteína-proteína. Se utiliza un anticuerpo contra una proteína cebo para capturarla junto con sus parejas de interacción de lisados celulares. Las proteínas precipitadas se separan mediante SDS-PAGE y se identifican mediante western blot o espectrometría de masas. La Co-IP puede detectar interacciones en condiciones casi fisiológicas, pero puede identificar interacciones indirectas y puede pasar por alto interacciones débiles o transitorias. El marcaje con epítopos, donde un péptido marcador como FLAG o HA se fusiona a la proteína cebo, permite la captura utilizando anticuerpos contra marcadores bien caracterizados.

Purificación por Afinidad Acoplada a Espectrometría de Masas

La AP-MS combina la purificación por afinidad de una proteína cebo marcada con la identificación por espectrometría de masas de sus parejas de interacción. El marcador se expresa como una proteína de fusión en las células, y el complejo proteico se purifica en condiciones suaves usando el marcador como asa. El complejo purificado se digiere con tripsina, y los péptidos se identifican por espectrometría de masas. Las purificaciones de control de células sin marcar distinguen los interactores específicos de los contaminantes. La AP-MS cuantitativa usando SILAC o métodos sin marcaje proporciona discriminación adicional.

Sistema de Dos Híbridos en Levadura

El sistema de dos híbridos en levadura detecta interacciones binarias proteína-proteína en células vivas de levadura. La proteína cebo se fusiona al dominio de unión a ADN de un factor de transcripción, y la proteína presa se fusiona al dominio de activación. Si el cebo y la presa interactúan, el factor de transcripción se reconstituye, activando la expresión de genes reporteros. Y2H es escalable para cribado de alto rendimiento, donde una proteína cebo se prueba contra bibliotecas de proteínas presa. Sin embargo, Y2H detecta interacciones en el núcleo de la levadura, que puede no reflejar el entorno natural de las proteínas, y tiene altas tasas de falsos positivos y falsos negativos.

Resonancia de Plasmones Superficiales

La resonancia de plasmones superficiales mide la unión en tiempo real entre una proteína inmovilizada en un chip sensor y su pareja de interacción en solución. SPR proporciona información cinética, incluyendo constantes de tasa de asociación y disociación, a partir de las cuales se calcula la constante de disociación en equilibrio. La técnica no requiere marcaje y puede medir interacciones en un amplio rango de afinidades. SPR se utiliza ampliamente en el descubrimiento de fármacos para caracterizar interacciones anticuerpo-antígeno y para cribar inhibidores de interacciones proteína-proteína.

Transferencia de Energía por Resonancia de Förster

FRET detecta interacciones proteína-proteína en células vivas midiendo la transferencia de energía entre un fluoróforo donador y otro aceptor unidos a dos proteínas que interactúan. Cuando las proteínas están a menos de 10 nanómetros y en la orientación correcta, la excitación del donador lleva a la emisión del aceptor. FRET puede medirse mediante microscopía de fluorescencia, permitiendo el análisis espacial y temporal de las interacciones. Las variantes incluyen FRAP, que mide la movilidad y unión de proteínas, y BRET, que utiliza donadores bioluminiscentes para evitar problemas con el fotoblanqueo.