L’hématoxyline et l’éosine (H&E) est la coloration la plus utilisée en histopathologie, appliquée à pratiquement chaque coupe tissulaire diagnostique. Comprendre sa chimie, ses variations de formulation et ses problèmes courants est essentiel pour produire des lames diagnostiques de qualité constante.
Chimie de l’Hématoxyline
L’hématoxyline est un colorant naturel extrait du bois de cœur du campêche (Haematoxylon campechianum). Il n’est pas lui-même un colorant — il doit être oxydé en hématéine, l’agent colorant actif. L’oxydation se produit naturellement par exposition à l’air et à la lumière (maturation) ou artificiellement en utilisant des oxydants chimiques (iodate de sodium, oxyde mercurique). L’hématéine se lie aux mordants métalliques (aluminium, fer, tungstène) pour former des complexes de laque colorés qui se lient aux composants tissulaires.
Les hématoxyline aluniques (Harris, Gill, Mayer, Gill II) utilisent des sels d’aluminium comme mordants et colorent les noyaux en bleu. L’hématoxyline de Harris utilise l’oxyde mercurique comme oxydant et est mûrie ; elle produit des détails nucléaires nets mais nécessite une filtration avant utilisation pour éliminer le mercure précipité. L’hématoxyline de Gill utilise l’iodate de sodium comme oxydant chimique et est prête à l’emploi sans maturation — elle est plus stable et produit des résultats constants. L’hématoxyline de Mayer est similaire mais plus diluée, nécessitant des temps de coloration plus longs.
Chimie de l’Éosine
L’éosine est un colorant xanthène disponible sous deux formes : l’éosine Y (jaunâtre, la plus courante) et l’éosine B (bleuâtre). L’éosine Y est soluble dans l’eau et utilisée en solutions aqueuses ou alcooliques. C’est un colorant acide qui se lie aux composants tissulaires basiques (cationiques) — protéines cytoplasmiques, collagène, globules rouges et granules sécrétoires. Les solutions d’éosine contiennent généralement de l’acide acétique pour renforcer la coloration des globules rouges et éviter la sur-coloration du collagène.
Protocole de Coloration H&E
Le colorateur H&E automatisé traite les lames à travers des bains séquentiels : déparaffinage (xylène, 3 passages), hydratation (éthanols gradués 100% à 70%, puis eau), hématoxyline (3-8 minutes selon la formulation et l’intensité souhaitée), virage au bleu (eau de Scott ou eau ammoniaquée, qui fait passer l’hématoxyline du rouge au bleu à pH alcalin), éosine (1-3 minutes), déshydratation (éthanols gradués 70% à 100%), clarification (xylène) et montage à la lamelle avec un milieu de montage permanent. La durée totale du cycle sur un colorateur automatisé est d’environ 30-45 minutes.
Dépannage H&E
Coloration nucléaire pâle ou faible — l’hématoxyline peut être épuisée (remplacer), la concentration du mordant peut être faible, ou le temps de coloration est insuffisant. Vérifier si l’hématoxyline a été oxydée au-delà de sa durée de vie utile (l’hématoxyline sur-mûrie devient brun foncé et colore mal). La sur-décalcification des spécimens osseux réduit également la basophilie nucléaire.
Noyaux boueux ou sur-colorés — temps de coloration à l’hématoxyline trop long, étape de virage au bleu insuffisante, ou solution d’hématoxyline trop concentrée. Différencier d’une épaisseur de coupe trop épaisse (les coupes doivent être de 3-5 µm).
Éosine dominant l’hématoxyline — concentration d’éosine trop élevée, pH de l’éosine trop acide, ou hématoxyline trop faible. Réduire le temps d’éosine ou augmenter le temps d’hématoxyline. Une intensité d’éosine variable sur la coupe suggère un traitement tissulaire inégal.
Tons bleus excessifs — différenciation insuffisante dans l’alcool acide (1% HCl dans l’éthanol à 70%), ou temps d’éosine inadéquat. Vérifier que l’alcool acide n’est pas épuisé.
Coloration nucléaire et cytoplasmique toutes deux faibles — épaisseur de coupe trop fine (moins de 3 µm), tissu sur-fixé dans le formol, ou déparaffinage inadéquat (entraînement de xylène dans l’hématoxyline aqueuse).
Contrôle Qualité
Le CQ quotidien pour H&E inclut une lame de contrôle (tissu avec des détails nucléaires et cytoplasmiques connus — amygdale ou côlon), l’évaluation du contraste nucléaire/cytoplasmique, l’uniformité sur la lame, l’absence de précipité et un montage correct à la lamelle sans bulles. Documenter les résultats du CQ et les actions correctives. Les solutions H&E doivent être changées selon un calendrier (hématoxyline toutes les 1-2 semaines ou après 500-1000 lames ; éosine toutes les 1-2 semaines). Un entretien régulier de l’équipement de coloration — nettoyage des supports, vérification des niveaux de fluides, calibrage des minuteries — prévient les défaillances de lot.
