Les interactions protéine-protéine sont les contacts physiques entre protéines qui sous-tendent tous les processus cellulaires. Les protéines agissent rarement de façon isolée mais fonctionnent comme composants de réseaux d’interaction complexes, formant des complexes transitoires ou stables qui assurent des fonctions biologiques.

Types d’Interactions

Les interactions protéine-protéine vont de complexes stables et permanents comme le ribosome ou le protéasome à des interactions transitoires qui se forment et se dissocient en réponse à des événements de signalisation. Les interactions peuvent être obligatoires, où les sous-unités sont instables isolément, ou non obligatoires, où les protéines individuelles sont stables par elles-mêmes. Les interfaces des complexes stables ont tendance à être plus grandes et plus hydrophobes que celles des interactions transitoires, qui impliquent souvent des résidus polaires et chargés.

Surfaces d’Interaction

Les interfaces protéine-protéine enfouissent typiquement de 600 à 2000 angstroms carrés de surface accessible au solvant. Les interfaces sont enrichies en résidus hydrophobes, qui sont enfouis lors de la formation du complexe, et contiennent souvent une zone hydrophobe centrale entourée d’interactions polaires. Les points chauds sont des résidus qui contribuent de façon disproportionnée à l’énergie de liaison, typiquement le tryptophane, l’arginine et la tyrosine. Ces résidus chauds sont entourés de résidus énergétiquement moins importants qui excluent l’eau de l’interface.

Affinité de Liaison et Cinétique

La force d’une interaction protéine-protéine est décrite par la constante de dissociation, qui peut aller du picomolaire pour les interactions de haute affinité au micromolaire pour les interactions faibles et transitoires. Le Kd est déterminé par les vitesses d’association et de dissociation. Les vitesses d’association sont influencées par le guidage électrostatique, où les charges complémentaires sur les deux protéines accélèrent leur rencontre. Les vitesses de dissociation déterminent la durée de vie de l’interaction, une dissociation lente produisant des complexes de longue durée et une dissociation rapide permettant une terminaison rapide du signal.

Co-Immunoprécipitation

La co-immunoprécipitation est une méthode largement utilisée pour détecter les interactions protéine-protéine. Un anticorps dirigé contre une protéine appât est utilisé pour la capturer ainsi que ses partenaires d’interaction à partir de lysats cellulaires. Les protéines précipitées sont séparées par SDS-PAGE et identifiées par western blot ou spectrométrie de masse. La Co-IP peut détecter les interactions dans des conditions quasi physiologiques, mais elle peut identifier des interactions indirectes et peut manquer les interactions faibles ou transitoires. Le marquage par épitope, où un tag peptidique tel que FLAG ou HA est fusionné à la protéine appât, permet la capture à l’aide d’anticorps anti-tag bien caractérisés.

Purification par Affinité Couplée à la Spectrométrie de Masse

L’AP-MS combine la purification par affinité d’une protéine appât marquée avec l’identification par spectrométrie de masse de ses partenaires d’interaction. Le tag est exprimé comme une protéine de fusion dans les cellules, et le complexe protéique est purifié dans des conditions douces en utilisant le tag comme ancre. Le complexe purifié est digéré par la trypsine, et les peptides sont identifiés par spectrométrie de masse. Des purifications de contrôle à partir de cellules non marquées permettent de distinguer les interacteurs spécifiques des contaminants. L’AP-MS quantitative utilisant le SILAC ou des méthodes sans marqueur offre une discrimination supplémentaire.

Double Hybride chez la Levure

Le système double hybride chez la levure détecte les interactions binaires protéine-protéine dans des cellules de levure vivantes. La protéine appât est fusionnée au domaine de liaison à l’ADN d’un facteur de transcription, et la protéine proie est fusionnée au domaine d’activation. Si l’appât et la proie interagissent, le facteur de transcription est reconstitué, activant l’expression d’un gène rapporteur. Le Y2H est adaptable pour le criblage à haut débit, où une protéine appât est testée contre des banques de protéines proies. Cependant, le Y2H détecte les interactions dans le noyau de la levure, ce qui peut ne pas refléter l’environnement naturel des protéines, et présente des taux élevés de faux positifs et de faux négatifs.

Résonance Plasmonique de Surface

La résonance plasmonique de surface mesure la liaison en temps réel entre une protéine immobilisée sur une biopuce et son partenaire d’interaction en solution. La SPR fournit des informations cinétiques, y compris les constantes de vitesse d’association et de dissociation, à partir desquelles la constante de dissociation à l’équilibre est calculée. La technique est sans marqueur et peut mesurer les interactions sur une large gamme d’affinités. La SPR est largement utilisée en découverte de médicaments pour caractériser les interactions anticorps-antigène et pour cribler des inhibiteurs d’interactions protéine-protéine.

Transfert d’Énergie par Résonance de Förster

Le FRET détecte les interactions protéine-protéine dans les cellules vivantes en mesurant le transfert d’énergie entre un fluorophore donneur et un fluorophore accepteur attachés à deux protéines en interaction. Lorsque les protéines sont à moins de 10 nanomètres et dans la bonne orientation, l’excitation du donneur conduit à une émission de l’accepteur. Le FRET peut être mesuré par microscopie de fluorescence, permettant une analyse spatiale et temporelle des interactions. Les variantes incluent le FRAP, qui mesure la mobilité et la liaison des protéines, et le BRET, qui utilise des donneurs bioluminescents pour éviter les problèmes de photoblanchiment.