转染是将核酸导入哺乳动物或昆虫细胞的过程。与细菌转化（指细菌摄取DNA）不同，转染特指向真核细胞的递送。

脂质体介导的转染

阳离子脂质试剂（Lipofectamine、FuGENE、jetPEI）形成包裹带负电DNA的脂质体。带正电的脂质体与带负电的细胞膜融合，将DNA释放到细胞质中。

脂质与DNA的比例至关重要。大多数试剂需要在2–4 µL脂质/µg DNA范围内进行优化。转染效率取决于细胞类型——HEK 293和HeLa细胞转染效率高；原代细胞和悬浮细胞较难转染。培养基中的血清可能抑制某些脂质试剂。大多数方案建议在低血清培养基（Opti-MEM）中转染，并在4–6小时后更换为完全培养基。

磷酸钙共沉淀法

将DNA与CaCl₂混合，逐滴加入到磷酸缓冲溶液中，形成细小的磷酸钙-DNA复合物沉淀。沉淀沉降在细胞上，通过内吞作用被内化。

这种方法非常廉价，但对pH敏感。最佳pH值（通常为6.95–7.05）需要针对每种细胞类型进行经验性确定。沉淀必须细而均匀——大的聚集体会降低效率并增加毒性。磷酸钙法适用于贴壁细胞系，但对原代细胞和悬浮细胞效果不佳。

电穿孔

短暂的高压脉冲（100–300 V，1–25 ms）在细胞膜上形成瞬时孔隙，DNA通过这些孔隙进入。电穿孔适用于几乎所有细胞类型，包括抵抗化学方法的原代细胞、干细胞和悬浮细胞。

商业电穿孔系统（Neon、Nucleofector、Gene Pulser）使用优化的脉冲参数和专有溶液，在难转染细胞中实现70–90%的效率。缺点是显著的细胞死亡（20–50%），需要仔细优化细胞密度、DNA量和脉冲参数。

病毒转导

重组病毒将遗传物质高效递送到广泛的细胞类型中。最常见的载体系统：

• 慢病毒：感染分裂和非分裂细胞并整合到基因组中，实现长期稳定表达。包装容量约8 kb。
• 逆转录病毒：仅感染分裂细胞。用于快速增殖细胞的稳定表达。
• 腺相关病毒（AAV）：非整合型，免疫原性低，适用于体内递送。包装容量约4.5 kb。
• 腺病毒：滴度高，感染多种细胞类型，但会触发免疫反应。用于高水平的瞬时表达。

稳定转染与瞬时转染

瞬时转染：DNA保持游离状态，通过细胞分裂被稀释。表达在24–48小时达到峰值，持续2–7天。用于短期实验、报告基因检测和蛋白质生产。

稳定转染：共转染筛选标记（嘌呤霉素、G418/潮霉素抗性），在7–14天内筛选已将DNA整合到基因组中的细胞。产生的稳定细胞系可无限期维持表达。