Der periphere Blutausstrich (PBS) ist eine grundlegende Labortechnik, die eine visuelle Bestätigung automatisierter CBC Ergebnisse liefert und die Erkennung morphologischer Anomalien ermöglicht, die Analysegeräte nicht zuverlässig identifizieren können. Jeder medizinische Laborwissenschaftler muss die Vorbereitung, Färbung und systematische Untersuchung des Blutausstrichs beherrschen.

Vorbereitung eines Qualitätsabstrichs

Ein Keilabstrich wird vorbereitet, indem ein kleiner Tropfen EDTA-antikoaguliertes Blut (oder Kapillarblut) in die Nähe eines Endes eines sauberen Glasobjektträgers gegeben wird. Ein zweiter Spreizschlitten wird in einem Winkel von 30–45° gehalten, in den Tropfen zurückgeschoben, bis sich das Blut entlang seiner Kante verteilt, und dann sanft nach vorne geschoben, um eine gefiederte Kante zu erzeugen. Der ideale Abstrich weist einen allmählichen Übergang von dick nach dünn auf, wobei die gefiederte Kante 1–2 cm der Objektträgerlänge einnimmt. Der Ausstrich sollte durch Schwenken des Objektträgers schnell an der Luft getrocknet werden. Häufige Artefakte sind Löcher (fettiges Blut, langsames Trocknen), unregelmäßige Dicke (ungleichmäßiger Spreizerdruck) und ein langer Schwanz (Spreizerwinkel zu niedrig). Der Ausstrich wird dann vor dem Färben 30 Sekunden lang in absolutem Methanol fixiert.

Wright-Giemsa-Färbung

Die Färbungen vom Romanowsky-Typ (Wright, Giemsa oder Wright-Giemsa-Kombination) sind der Standard für die Färbung von Blutausstrichen. Diese Farbstoffe enthalten Azure B (basisch, färbt Nukleinsäuren blau-violett) und Eosin Y (sauer, färbt Hämoglobin und eosinophile Granula orange-rot). Das Färbeprotokoll besteht darin, den fixierten Ausstrich 1–2 Minuten lang mit Wright-Färbung zu überfluten, dann 2–4 Minuten lang Pufferlösung zuzugeben, um eine differenzielle Färbung zu fördern, und anschließend mit Wasser zu spülen. Richtig gefärbte Ausstriche zeigen rosa-rote Erythrozyten, blau-violette Kerne und RNA sowie deutliche Körnerfarben. Übermäßiges Färben führt zu dunklen, schlammigen Farben; Unterfärbung führt zu blassen, schlecht differenzierten Zellen.

Systematische Abstrichuntersuchung

Die Untersuchung beginnt bei geringer Vergrößerung (10-faches Objektiv), um die Gesamtqualität zu beurteilen, den optimalen Zählbereich auszuwählen und Anomalien in der Leukozytenverteilung (Randeffekt bei Lymphozytose oder CLL), Blutplättchenklumpen am gefiederten Rand sowie Erythrozytenrollen oder -agglutination zu identifizieren. Die WBC-Differenzierung und die morphologische Beurteilung werden bei 50- oder 100-facher Ölimmersion in der Zählzone durchgeführt – dem Bereich, in dem sich die Erythrozyten leicht überlappen, ohne sich zu stapeln. Für die manuelle Differenzierung werden mindestens 100 Leukozyten gezählt und klassifiziert. Die Untersuchung deckt nacheinander drei Aspekte ab: Thrombozytenschätzung und -morphologie, Erythrozytenmorphologie (Größe, Form, Farbe, Einschlüsse) sowie Leukozytenmorphologie und -differenzierung.

Beurteilung der RBC-Morphologie

Anomalien der Erythrozytenform (Poikilozyten) liefern diagnostische Hinweise. Sphärozyten (klein, dicht, keine zentrale Blässe) deuten auf eine hereditäre Sphärozytose oder AIHA hin. Schistozyten (fragmentierte Zellen) weisen auf eine mikroangiopathische hämolytische Anämie (TTP, HUS, DIC) hin. Sichelzellen bestätigen die Sichelzellenanämie. Zielzellen werden bei Thalassämie, Lebererkrankungen und HbC-Erkrankungen beobachtet. Elliptozyten deuten auf eine hereditäre Elliptozytose hin. Tropfenförmige Zellen (Dacrozyten) mit kernhaltigen Erythrozyten weisen auf eine Myelofibrose oder eine Markinfiltration hin. Akanthozyten (Spornzellen) kommen bei Lebererkrankungen und Abetalipoproteinämie vor. Echinozyten (Keimzellen) sind oft Artefakte, können aber auf eine Urämie hinweisen. Zu den Erythrozyteneinschlüssen gehören basophile Punktierung (Bleivergiftung, Thalassämie), Howell-Jolly-Körperchen (Post-Splenektomie, megaloblastäre Anämie), Pappenheimer-Körperchen (sideroblastische Anämie, Thalassämie) und Cabot-Ringe (megaloblastische Anämie, Myelodysplasie).

WBC-Morphologiebewertung

Über die Differenzialzählung hinaus werden morphologische Merkmale der Leukozyten notiert. Toxische Granulation (dunkle, grobe Neutrophilenkörnchen), Döhle-Körperchen (blassblaue zytoplasmatische Einschlüsse) und Vakuolisierung weisen auf eine Infektion oder Entzündung hin. Hypersegmentierte Neutrophile (> 5 Lappen) deuten auf eine megaloblastäre Anämie hin. Die Pelger-Huët-Anomalie (zweilappige Zwickerkerne) ist eine gutartige Erbkrankheit, kann aber bei Myelodysplasie erworben werden. Blasten werden durch ein hohes Kern-zu-Zytoplasma-Verhältnis, offenes Chromatin, prominente Nukleolen und basophiles Zytoplasma identifiziert und ihr Vorhandensein löst weitere Untersuchungen mittels Durchflusszytometrie aus. Atypische Lymphozyten (großes, reichlich vorhandenes basophiles Zytoplasma, eingekerbter Kern) sind charakteristisch für eine EBV-Infektion.

Thrombozytenschätzung und Morphologie

Die Thrombozytenzahl wird anhand des Abstrichs geschätzt, indem die Thrombozyten in 10 Ölimmersionsfeldern gezählt und mit 15–20 × 10⁹/L multipliziert werden. Dies ermöglicht eine schnelle Überprüfung der automatischen Zählung. Es werden riesige Blutplättchen, graue Blutplättchen (ohne Granulat) oder Blutplättchenklumpen festgestellt. Das Vorhandensein von Megathrombozyten deutet auf einen erhöhten Blutplättchenumsatz hin, wie in ITP beobachtet.

Berichterstattung und Korrelation

Der PBS-Bericht sollte die Qualität des Abstrichs, die geschätzte Zellzahl und alle morphologischen Anomalien unter Verwendung standardisierter Terminologie beschreiben. Die Ergebnisse werden mit den automatisierten CBC-Parametern und klinischen Informationen korreliert. Das PBS führt häufig zu zusätzlichen Tests wie Hämoglobinelektrophorese, Erythrozyten-Enzymtests, Durchflusszytometrie oder zytogenetischer Analyse.