Aminosäuren sind organische Verbindungen, die als Bausteine von Proteinen dienen. Jede Aminosäure enthält eine Aminogruppe, eine Carboxylgruppe, ein Wasserstoffatom und eine einzigartige Seitenkette (R-Gruppe), die an einen zentralen Alpha-Kohlenstoff gebunden ist. Zwanzig Standardaminosäuren werden vom genetischen Code kodiert.
Klassifizierung nach Seitenketteneigenschaften
Unpolare, hydrophobe Aminosäuren
Diese Aminosäuren haben hydrophobe Seitenketten und neigen dazu, sich im Inneren von Proteinen anzusammeln. Dazu gehören Glycin, Alanin, Valin, Leucin, Isoleucin, Methionin, Prolin, Phenylalanin und Tryptophan. Prolin ist einzigartig, weil seine Seitenkette mit der Aminogruppe einen Ring bildet.
Polare, ungeladene Aminosäuren
Diese Aminosäuren haben Seitenketten, die mit Wasser Wasserstoffbrückenbindungen bilden können. Dazu gehören Serin, Threonin, Cystein, Tyrosin, Asparagin und Glutamin. Cystein kann Disulfidbindungen bilden, die die Proteinstruktur stabilisieren.
Positiv geladene (basische) Aminosäuren
Diese Aminosäuren haben Seitenketten, die bei physiologischem pH-Wert positiv geladen sind. Dazu gehören Lysin, Arginin und Histidin. Histidin hat einen pKa-Wert nahe dem physiologischen pH-Wert, wodurch es als Protonendonor oder -akzeptor in aktiven Zentren von Enzymen fungieren kann.
Negativ geladene (saure) Aminosäuren
Diese Aminosäuren haben Seitenketten, die bei physiologischem pH-Wert negativ geladen sind. Dazu gehören Asparaginsäure und Glutaminsäure. Ihre Carboxylgruppen sind häufig an Salzbrücken und Metallbindungen beteiligt.
Besondere Eigenschaften
Isoelektrischer Punkt
Jede Aminosäure hat einen charakteristischen isoelektrischen Punkt (pI) – den pH-Wert, bei dem sie keine Nettoladung trägt. Bei pH-Werten unterhalb des pI ist die Aminosäure positiv geladen; oberhalb des pI ist es negativ geladen.
Optische Aktivität
Alle Standardaminosäuren außer Glycin sind chiral und liegen als L- und D-Enantiomere vor. Nur L-Aminosäuren werden vom Ribosom in Proteine eingebaut.
Praktische Relevanz der Aminosäureeigenschaften in der Proteinarbeit
Der isoelektrische Punkt (pI) jeder Aminosäure bestimmt die Nettoladung eines Proteins bei einem bestimmten pH-Wert und regelt ladungsbasierte Trennmethoden wie Ionenaustauschchromatographie und [Kapillarzonenelektrophorese] (/guides/capillary-zone-electrophoresis) (CZE), bei der Proteine und Peptide entsprechend ihrem Verhältnis von Ladung zu Größe mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten wandern. Wählen Sie eine Kationenaustauschsäule (negativ geladenes Harz), wenn der pI des Zielproteins über dem pH-Wert des Puffers liegt (netto positiv für das Protein), oder eine Anionenaustauschsäule, wenn der pI unter dem pH-Wert des Puffers liegt (negativ für das Protein). Wenn ein Protein beispielsweise einen pI von 5,5 hat, verwenden Sie einen Anionenaustausch bei pH 8,0, um das negativ geladene Protein zu binden. Die Hydrophobie der Aminosäureseitenketten treibt die Umkehrphasen-HPLC-Trennung voran – C18-Säulen halten unpolare Reste stärker zurück, sodass die Elutionsreihenfolge mit dem Hydrophobieindex (Kyte-Doolittle-Skala) korreliert. Leucin und Isoleucin weisen die höchste Hydrophobie auf, während Arginin und Lysin am hydrophilsten sind. Posttranslationale Modifikationen (PTMs) verändern die Eigenschaften bestimmter Aminosäuren. Die Phosphorylierung von Serin, Threonin oder Tyrosin fügt negative Ladung hinzu und wird durch Massenverschiebung (+80 Da) oder Anti-Phospho-Antikörper im Western Blot nachgewiesen. Die Glykosylierung von Asparagin (N-verknüpft) oder Serin/Threonin (O-verknüpft) erhöht das Molekulargewicht und die Hydrophilie, was zur Reinigung durch Lektin-Affinitätschromatographie genutzt werden kann. Ubiquitinierung zielt auf Lysinreste ab und markiert Proteine für den proteasomalen Abbau – nachgewiesen durch eine Massenverschiebung von 8,5 kDa pro Ubiquitinmolekül. Zwischen der Carboxylgruppe einer Aminosäure und der Aminogruppe einer anderen bilden sich Peptidbindungen, wodurch Wasser freigesetzt wird – diese Kondensationsreaktion wird durch das Ribosom während der Translation katalysiert und erfordert GTP-Energie.
Reale Anwendung
Rekombinantes Humaninsulin wird in E. coli als Fusionsprotein hergestellt. Nach der Reinigung durch Ionenaustauschchromatographie unter Ausnutzung des pI von Insulin (5.3) wird das Protein neu gefaltet und die Disulfidbindungen zwischen Cysteinresten (CysA6-CysA11, CysA7-CysB7, CysA20-CysB19) können sich durch kontrollierte Oxidation bilden. Das korrekt gefaltete Insulin wird durch Umkehrphasen-HPLC basierend auf Unterschieden in der Oberflächenhydrophobie von fehlgefalteten Formen getrennt.
