Muskel- und Nervenbiopsien sind wesentliche diagnostische Hilfsmittel bei neuromuskulären Erkrankungen. Im Gegensatz zu routinemäßigen chirurgischen Pathologieproben erfordern sie eine spezielle Handhabung – frisches Gewebe muss sofort für Gefrierschnitte und Enzymhistochemie verarbeitet werden, und parallele Proben müssen für die Paraffineinbettung und Elektronenmikroskopie vorbereitet werden.
Muskelbiopsie: Indikationen und Auswahl
Eine Muskelbiopsie ist indiziert bei: ungeklärter Schwäche (proximal > distal), erhöhter Kreatinkinase (CK), myopathischen oder neurogenen EMG-Befunden, Verdacht auf entzündliche Myopathie (Dermatomyositis, Polymyositis, Einschlusskörpermyositis), Verdacht auf Muskeldystrophie, Verdacht auf metabolische Myopathie (Mitochondrien, Glykogenspeicherung, Lipidspeicherung) und angeborene Myopathie.
Die Biopsiestelle wird basierend auf der klinischen Beteiligung und den EMG-Befunden ausgewählt. Vastus lateralis (Quadrizeps) ist die häufigste Stelle – leicht zugänglich, repräsentativ für den proximalen Muskel und gut charakterisiert für normale Werte. Deltoideus wird bei Schwäche der proximalen oberen Extremität eingesetzt. Bizeps brachii ist eine Alternative. Die Biopsie sollte von einem mäßig betroffenen Muskel entnommen werden – ein Muskel im Endstadium (schwere Atrophie, Fettersatz) liefert nur wenige diagnostische Informationen. Die Stelle darf nicht kürzlich einer EMG-Nadelung unterzogen worden sein (Artefakt aufgrund eines Nadeltraumas).
Muskelbiopsie-Verarbeitungsprotokoll
Die Probe wird frisch erhalten und mit mit Kochsalzlösung befeuchteter Gaze feucht gehalten. Unter dem Präpariermikroskop sind die Muskelfasern in Längsrichtung ausgerichtet. Die Probe wird geteilt: gefrorener Schnitt (der größte Teil, 5-8 mm × 5 mm) – auf einer Korkscheibe aus OCT-Compound montiert, für den Querschnitt ausgerichtet und in Isopentan, gekühlt auf -160 °C in flüssigem Stickstoff, schockgefroren. Paraffin (ein 3–5 mm großes Stück) – in Formalin fixiert für Routinehistologie und IHC. Elektronenmikroskopie (ein 1–2 mm großes Stück, in Längsrichtung ausgerichtet) – fixiert in 2,5 % Glutaraldehyd. Biochemie (optional, 10–20 mg) – eingefroren für Enzymanalysen oder Gentests.
Der gefrorene Block wird in einem Kryostaten bei -25 °C in 8-10 µm große Schnitte geschnitten. Ein standardmäßiges Gefrierschnitt-Panel umfasst: H&E, modifiziertes Gomori-Trichrom, ATPase bei pH 9,4, 4,6 und 4,3, NADH-TR, COX, SDH, saure Phosphatase, Oil Red O (neutrales Lipid), PAS (Glykogen) und unspezifische Esterase.
Gefrierschnitt-Enzymhistochemie
Die ATPase-Reaktionen bei unterschiedlichen pH-Werten müssen an nicht fixierten Gefrierschnitten durchgeführt werden, da die Fixierung die Myosin-ATPase inaktiviert. Die Reaktionen sind: Vorinkubation bei pH 4,3 (Typ I dunkel, Typ II hell), pH 4,6 (Typ I dunkel, IIA hell, IIB-Zwischenprodukt) und pH 9,4 (Typ I hell, Typ II dunkel). Diese unterscheiden Fasern vom Typ I (langsam kontrahierend, oxidativ) und Fasern vom Typ II (schnell kontrahierend, glykolytisch) und deren Untertypen. Die Normalverteilung ist ein Schachbrettmuster, wobei Typ I in den Haltungsmuskeln und Typ II in den phasischen Muskeln vorherrscht.
NADH-TR, COX und SDH müssen an gefrorenen Schnitten innerhalb von 24–48 Stunden nach dem Schneiden durchgeführt werden – die Enzymaktivität nimmt mit der Lagerung ab. Bei jeder Charge werden Positivkontrollen (bekanntermaßen normale Muskeln) durchgeführt.
Paraffinschnitte und IHC
Formalinfixierter, in Paraffin eingebetteter Muskel wird auf 4–5 µm geschnitten und mit H&E, LFB-PAS und Kongorot gefärbt. IHC für Dystrophin (Stäbchendomäne, N-Terminus, C-Terminus und Dropout-Kontrollen) diagnostiziert Duchenne/Becker-Muskeldystrophie. Sarkoglykane (Alpha, Beta, Gamma, Delta) – Mutationen verursachen Gliedmaßen-Gürtel-Muskeldystrophie. Dysferlin – Mutationen verursachen Miyoshi-Myopathie und LGMD2B. MHC-Klasse-I-IHC – hochreguliert bei entzündlichen Myopathien (Dermatomyositis, Polymyositis). MxA IHC – hochreguliert durch Typ-I-Interferon bei Dermatomyositis (perifaszikuläres Muster).
Nervenbiopsie
Die Biopsie des Nervus suralis ist die häufigste Nervenbiopsie – der Nervus suralis ist ein rein sensorischer Nerv und seine Entfernung verursacht nur einen geringen sensorischen Verlust über dem lateralen Fuß. Zu den Indikationen gehören: Verdacht auf vaskulitische Neuropathie, hereditäre Neuropathie (Charcot-Marie-Tooth-Krankheit), Amyloid-Neuropathie, entzündliche Neuropathie (Sarkoid, CIDP) und Speicherkrankheiten.
Die Probe (2–3 cm) wird aufbereitet für: Paraffin – H&E, LFB-PAS, Kongorot, IHC (Neurofilament, MBP, CD68, CD3, CD20). Gefroren – ATPase (für Fasertyp), NADH-TR, saure Phosphatase. Gezerrte Fasern – 30–50 einzelne Fasern, die zur Beurteilung der axonalen Degeneration (Myelin-Ovoide) und der segmentalen Demyelinisierung (dünne oder fehlende Myelinscheiden) getrennt und montiert werden. Elektronenmikroskopie – quantifiziert die Dichte myelinisierter Fasern, den Verlust nichtmyelinisierter Fasern und identifiziert spezifische Anomalien (Tomacula bei hereditärer Neuropathie mit Drucklähmungen, Zwiebelknollen bei demyelinisierenden Neuropathien, axonale Atrophie).
Qualitätskontrolle
Alle Techniken der neuromuskulären Biopsie erfordern eine strenge Qualitätskontrolle. Gefrorene Schnitte müssen auf Gefrierartefakte untersucht werden (Eiskristallvakuolisierung – weist auf langsames Gefrieren hin; das Gewebe sollte im gefrorenen Zustand transparent sein). Histochemische Enzymreaktionen müssen bei Positivkontrollen die erwarteten Fasertypmuster zeigen. IHC für Dystrophin erfordert bekannte normale und Dystrophin-defiziente Kontrollen. Die Teilnahme an neuromuskulären [EQA-Programmen] (/guides/quality-assurance-and-accreditation-in-histopathology.html) wird Laboren empfohlen, die diese speziellen Techniken anwenden.
