La centrifugation et la filtration sont les méthodes les plus courantes pour séparer les solides des liquides au laboratoire. Elles sont utilisées dans toutes les disciplines — de la culot de bactéries à la clarification d’extraits protéiques en passant par la filtration de phases mobiles pour HPLC.

Principes de la Centrifugation

La centrifugation utilise la force centrifuge pour sédimenter les particules en fonction de leur taille, forme et densité. La force centrifuge relative (FCR), exprimée en × g, est calculée comme suit :

FCR = 1,118 × r × (tr/min / 1000)²

où r est le rayon du rotor en millimètres. Utilisez toujours la FCR (× g) plutôt que les tr/min lorsque vous comparez des protocoles entre différents centrifugeurs, car le rayon varie selon le rotor.

Types de Rotors

• Rotors à angle fixe : les tubes sont maintenus à un angle fixe (généralement 25–45°). Les culots se forment sur le côté du tube. Bon pour la plupart des applications de culottage.
• Rotors à seaux oscillants : les tubes pendent verticalement pendant le chargement et basculent horizontalement pendant la centrifugation. Les culots se forment au fond du tube, offrant une meilleure séparation pour les gradients de densité.
• Rotors verticaux : les tubes restent verticaux tout au long. Utilisés pour les séparations rapides en ultracentrifugation par gradient de densité.
• Microcentrifugeuses : petits rotors à angle fixe pour tubes de 1,5–2 mL, courants pour les travaux sur ADN/ARN.

Choix de la Vitesse et du Temps

Le taux de sédimentation dépend de la taille des particules — les particules plus grandes culottent à des vitesses plus faibles. Protocoles typiques :

• Basse vitesse (500–2000 × g) : culottage de cellules, gros débris.
• Moyenne vitesse (5000–15000 × g) : culottage d’organites, bactéries, précipités protéiques.
• Haute vitesse (20000–100000 × g) : culottage de microsomes, petites vésicules.
• Ultracentrifugation (>100000 × g) : culottage de virus, ribosomes, complexes macromoléculaires.

Équilibrage et Sécurité

Équilibrez toujours les tubes par masse (pas par volume) à 0,1 g près pour les rotors à haute vitesse et à 0,5 g près pour les rotors à basse vitesse. Chargez les tubes opposés avec des types de tubes et des volumes de remplissage identiques. Ne dépassez jamais la vitesse maximale nominale d’un rotor — une défaillance du rotor à haute vitesse est catastrophique.

Principes de la Filtration

La filtration sépare les particules en faisant passer un liquide à travers un milieu poreux. La taille des pores détermine ce qui passe :

• Filtration en profondeur : les particules sont piégées dans une matrice fibreuse (par exemple, papier filtre Whatman). Utilisée pour la clarification grossière.
• Filtration sur membrane : une membrane mince avec une taille de pore définie (0,2–10 µm) retient les particules en surface. Utilisée pour la stérilisation, l’élimination des particules.
• Ultrafiltration : membranes avec des pores dans la gamme nanométrique (1–100 nm) retiennent les macromolécules tout en laissant passer les petites molécules et le solvant. Utilisée pour la concentration de protéines et l’échange de tampons (concentrateurs centrifuges).
• Microfiltration (0,1–10 µm) : élimine les bactéries, les levures et les particules fines.

Filtres à Seringue et Unités de Filtration

Les filtres à seringue avec membranes de 0,2 µm ou 0,45 µm sont utilisés pour la stérilisation de petits volumes d’échantillons avant HPLC ou culture cellulaire. Les unités de filtration sous vide (filtres de type bouteille) traitent des volumes plus importants. Pré-humidifiez toujours les membranes pour les solutions aqueuses et confirmez la compatibilité chimique avec le solvant.