Le diagnostic en laboratoire des infections parasitaires repose sur une combinaison de méthodes microscopiques, immunologiques et moléculaires. Le choix de l’approche diagnostique appropriée dépend du parasite suspecté, de la présentation clinique et de l’histoire géographique du patient.
L’examen des selles est la méthode de diagnostic principale pour les parasites intestinaux. L’examen direct à l’état frais de selles dans du sérum physiologique et de l’iode permet la détection des trophozoïtes mobiles et des kystes. Les techniques de concentration augmentent la sensibilité en séparant les parasites des débris fécaux. La méthode de sédimentation au formol-acétate d’éthyle convient aux kystes de protozoaires et aux œufs d’helminthes. La flottation au sulfate de zinc est efficace pour les kystes de protozoaires mais déforme les œufs de trématodes.
Les frottis colorés permanents utilisant le trichrome ou l’hématoxyline ferrique fournissent des caractéristiques morphologiques détaillées pour l’identification des espèces de protozoaires. Les colorations acido-résistantes modifiées sont utilisées pour Cryptosporidium, Cyclospora et Cystoisospora. La technique de Kato-Katz fournit des numérations d’œufs quantitatives pour les helminthes transmis par le sol et les schistosomes. La méthode au ruban adhésif cellophane détecte les œufs d’Enterobius vermicularis sur la peau périanale.
L’examen sanguin détecte les parasites transmis par le sang. Les frottis sanguins épais et minces colorés au Giemsa ou au Field sont utilisés pour le paludisme, la babésiose et la trypanosomiase. Le frottis épais concentre les parasites pour la détection, tandis que le frottis mince permet l’identification des espèces. La quantification de la parasitémie guide le suivi du traitement. La détection des microfilaires utilise des frottis sanguins épais colorés au Giemsa ou la concentration de Knott, avec un timing basé sur la périodicité connue.
Le diagnostic tissulaire nécessite des biopsies. Les œufs de Schistosoma sont identifiés dans des coupes de tissus. Les larves de Trichinella sont détectées dans les biopsies musculaires. Les amastigotes de Leishmania sont identifiés dans la moelle osseuse, les ganglions lymphatiques ou les aspirats spléniques colorés au Giemsa. Le liquide d’abcès amibien hépatique peut montrer des trophozoïtes à la marge de l’abcès.
Les méthodes de détection d’antigènes fournissent un diagnostic rapide pour de nombreuses infections parasitaires. Les tests ELISA et immunochromatographiques à flux latéral détectent les antigènes de Giardia, Cryptosporidium et Entamoeba dans les selles. Les tests de diagnostic rapide du paludisme détectent HRP2 et pLDH. Les tests d’antigène cathodique circulant détectent une infection active à Schistosoma.
Les tests sérologiques détectent les anticorps contre les antigènes parasitaires et sont utiles pour les parasites tissulaires. L’ELISA, l’immunofluorescence et le Western blot sont utilisés pour Toxoplasma, Strongyloides, la filariose, la schistosomiase et la cysticercose. La sérologie ne peut pas distinguer une infection passée d’une infection actuelle dans les zones endémiques.
Les méthodes moléculaires offrent la plus haute sensibilité et spécificité. La PCR nichée, la PCR en temps réel et les panels gastro-intestinaux multiplex détectent et différencient plusieurs parasites simultanément. Les amorces spécifiques de genre et d’espèces ciblent les gènes d’ARN ribosomique, les séquences répétitives ou les gènes mitochondriaux. La PCR quantitative mesure la charge parasitaire et surveille la réponse au traitement.
