Les protéines doivent se replier en structures tridimensionnelles précises pour fonctionner. Le processus de repliement est régi par le principe thermodynamique selon lequel l’état natif représente le minimum global d’énergie libre dans des conditions physiologiques. Comprendre la thermodynamique du repliement des protéines est fondamental pour prédire la structure, concevoir des protéines et traiter les maladies causées par un mauvais repliement.

Le cadre thermodynamique

Le repliement des protéines est décrit par l’équation de l’énergie libre de Gibbs : ΔG = ΔH − TΔS. Pour que le repliement se produise spontanément, ΔG doit être négatif. L’état replié est stabilisé par des contributions enthalpiques favorables provenant des liaisons hydrogène, des interactions de van der Waals et des interactions électrostatiques. L’état déplié a une entropie conformationnelle plus élevée car la chaîne polypeptidique est flexible. Cependant, l’enfouissement des chaînes latérales hydrophobes dans l’intérieur de la protéine libère des molécules d’eau ordonnées dans le solvant, produisant un gain d’entropie important qui entraîne le repliement.

La différence d’énergie libre entre les états replié et déplié est remarquablement faible pour une protéine stable, typiquement 5–15 kcal/mol, équivalente à seulement quelques liaisons hydrogène. Cette stabilité marginale signifie que des mutations ponctuelles uniques peuvent modifier significativement la thermodynamique du repliement et conduire à une maladie.

L’effet hydrophobe

L’effet hydrophobe est la force motrice principale du repliement des protéines. Les chaînes latérales non polaires sont séquestrées dans le noyau protéique pour minimiser le contact avec l’eau. Lorsque des groupes hydrophobes sont exposés à l’eau, les molécules d’eau adjacentes forment des cages de type clathrate ordonnées autour d’eux, diminuant l’entropie. L’enfouissement de ces groupes libère les molécules d’eau ordonnées, augmentant l’entropie du solvant et fournissant une contribution favorable importante à ΔG.

L’effet hydrophobe dépend de la température. Il est le plus fort à température ambiante et s’affaiblit à basse température, expliquant la dénaturation à froid. À haute température, la pénalité entropique de l’ordonnancement de l’eau autour des groupes hydrophobes exposés finit par favoriser le dépliement.

Liaisons hydrogène et interactions électrostatiques

Les liaisons hydrogène dans le squelette protéique (entre les groupes NH amide et CO carbonyle) et entre les chaînes latérales stabilisent les structures secondaires comme les hélices α et les feuillets β. Bien que l’eau puisse compétitionner pour les liaisons hydrogène dans l’état déplié, l’environnement à faible diélectrique de l’intérieur protéique renforce ces interactions.

Les interactions électrostatiques incluent les ponts salins entre chaînes latérales de charges opposées et les interactions dipolaires. Dans l’état replié, les groupes chargés sont souvent appariés ou exposés en surface. Les charges enfouies sont rares et généralement fonctionnellement importantes, comme dans les sites actifs des enzymes.

Interactions de van der Waals

Le compactage des atomes dans le noyau protéique génère des interactions de van der Waals favorables. Ces forces faibles à courte portée dépendent de la complémentarité des surfaces en interaction. Le compactage serré dans les protéines natives, comparable à celui des cristaux organiques, indique que les interactions de van der Waals contribuent significativement à la stabilité du repliement.

Entropie conformationnelle

La chaîne polypeptidique dépliée a une entropie conformationnelle substantielle car chaque angle dièdre du squelette peut échantillonner plusieurs états rotamériques. Le repliement restreint ces degrés de liberté, créant un changement d’entropie défavorable de 1–2 kcal/mol par résidu. Cette pénalité entropique doit être surmontée par les interactions favorables décrites ci-dessus.

Mesure expérimentale

La calorimétrie différentielle à balayage (DSC) mesure directement le changement de capacité calorifique lors du dépliement, fournissant ΔH, ΔCp et Tm. La spectroscopie de dichroïsme circulaire (CD) surveille le contenu en structure secondaire en fonction de la température. La spectroscopie de fluorescence suit l’enfouissement du tryptophane. La spectroscopie RMN fournit une résolution au niveau des résidus des voies de repliement. La calorimétrie de titration isotherme (ITC) mesure la thermodynamique de liaison qui se couple au repliement.

Repliement à deux états ou à états multiples

Les petites protéines se replient souvent via un mécanisme à deux états où seuls les états complètement replié et complètement déplié sont significativement peuplés. La transition de repliement est coopérative, ce qui signifie que le dépliement partiel est thermodynamiquement défavorable. Les protéines plus grandes et celles avec plusieurs domaines peuvent présenter un repliement à états multiples avec des intermédiaires stables.

Mauvais repliement des protéines et maladie

L’incapacité à se replier correctement ou à maintenir l’état natif conduit à l’agrégation et à la maladie. Les amyloïdoses telles que les maladies d’Alzheimer, de Parkinson et à prions impliquent la formation d’agrégats en feuillets β croisés. Les mutations qui déstabilisent l’état natif favorisent le mauvais repliement. Les systèmes de contrôle qualité cellulaires incluant les chaperons et la voie ubiquitine-protéasome gèrent normalement les protéines mal repliées, mais leur capacité peut être dépassée lors du vieillissement et de la maladie.

Approches computationnelles

Les simulations de dynamique moléculaire, souvent combinées à des techniques d’échantillonnage amélioré, modélisent le paysage de repliement à résolution atomique. Les modèles à grains grossiers réduisent le coût computationnel et peuvent capturer les voies de repliement pour les protéines plus grandes. Les méthodes d’apprentissage automatique telles qu’AlphaFold prédisent les structures natives à partir de la séquence mais ne fournissent pas directement d’informations thermodynamiques.