Le tri cellulaire par activation magnétique (MACS) est une méthode rapide et évolutive pour purifier les cellules en fonction de l’expression de marqueurs de surface. Il est largement utilisé pour l’isolement des lymphocytes T, l’enrichissement en cellules souches et la préparation d’échantillons avant analyse en aval.

Principe

Les cellules sont marquées avec des nanoparticules superparamagnétiques (généralement 50–100 nm) conjuguées à des anticorps contre un antigène de surface spécifique. La suspension marquée est passée à travers une colonne remplie de laine d’acier ferromagnétique placée dans un champ magnétique puissant. Les cellules marquées (exprimant l’antigène cible) sont retenues dans la colonne, tandis que les cellules non marquées passent à travers. Après avoir retiré la colonne de l’aimant, les cellules retenues sont éluées comme fraction positive.

Billes Magnétiques

• MicroBeads (Miltenyi) : particules superparamagnétiques de 50 nm. Elles n’activent pas les cellules ni n’altèrent leur fonction et peuvent rester sur les cellules pendant la culture ou l’injection. Le complexe bille–anticorps n’est généralement pas réticulé, permettant aux billes de se dissocier de la surface cellulaire avec le temps ou d’être éliminées par un réactif de détachement.
• EasySep (STEMCELL) : particules magnétiques recouvertes de dextrane de 200 nm qui sont incubées avec la suspension cellulaire puis séparées dans un tube placé dans un aimant sans colonne (la fraction positive colle à la paroi du tube).

Sélection Positive vs. Négative

Sélection positive : les cellules cibles sont directement marquées avec des billes magnétiques contre un marqueur d’intérêt (par exemple, lymphocytes T CD4⁺ en utilisant des billes anti-CD4). La fraction positive contient les cellules cibles, qui sont liées aux billes (mais les billes sont petites et non activatrices).

Sélection négative (déplétion) : les cellules indésirables sont marquées avec un cocktail d’anticorps contre plusieurs marqueurs, et les cellules désirées sont non touchées dans le flux traversant. Par exemple, les lymphocytes T CD4⁺ peuvent être isolés en déplétant les cellules CD8⁺, CD19⁺, CD14⁺, CD16⁺ et CD56⁺. La sélection négative évite toute liaison d’anticorps aux cellules cibles, préservant leur état natif.

Protocole

1. Préparez une suspension de cellules uniques. Éliminez les amas en passant à travers un filtre de 30–70 µm.
2. Comptez les cellules et centrifugez à 300 × g pendant 10 minutes.
3. Resuspendez dans du tampon dégazé (PBS avec BSA 0,5 % et EDTA 2 mM). L’EDTA chélate le Ca²⁺ et empêche l’agrégation médiée par les intégrines.
4. Incubez avec les billes magnétiques (généralement 10–20 µL pour 10⁷ cellules) à 4 °C pendant 15–30 minutes.
5. Lavez pour éliminer l’excès de billes.
6. Appliquez la suspension cellulaire sur une colonne magnétique (colonne LS pour jusqu’à 10⁸ cellules, MS pour jusqu’à 10⁷, ou autoMACS pour un traitement automatisé).
7. Lavez la colonne 3 fois avec du tampon dans le champ magnétique.
8. Retirez la colonne de l’aimant et éluez les cellules retenues en poussant du tampon à travers la colonne.

Pureté et Récupération

La pureté dépend de la spécificité de l’anticorps, de la stringence des lavages et du débit. La pureté typique pour une sélection positive est de 90–99 %. La récupération est de 50–90 %, avec une certaine perte dans la colonne et les étapes de lavage. Plusieurs passages sur une colonne fraîche peuvent améliorer la pureté au détriment de la récupération.

Comparaison avec le FACS

Le MACS est plus rapide (30 minutes contre des heures pour le FACS), plus doux (moins de stress de cisaillement) et évolutif (jusqu’à 10¹¹ cellules). Il ne nécessite pas d’opérateur spécialisé ni d’instrument. Le FACS offre une pureté plus élevée (99 %+), peut trier en fonction de multiples paramètres simultanément et peut isoler des sous-ensembles rares avec une haute précision. Le MACS et le FACS sont souvent combinés : le MACS pour l’enrichissement en vrac, le FACS pour le tri fin.