Le frottis sanguin périphérique (PBS) est une technique de laboratoire fondamentale qui fournit une confirmation visuelle des résultats automatisés CBC et permet la détection d’anomalies morphologiques que les analyseurs ne peuvent pas identifier de manière fiable. Tout scientifique de laboratoire médical doit maîtriser la préparation, la coloration et l’examen systématique du frottis sanguin.
Préparation d’un frottis de qualité
Un frottis cunéiforme est préparé en plaçant une petite goutte de sang anticoagulé par EDTA (ou de sang capillaire) près d’une extrémité d’une lame de verre propre. Une deuxième lame d’écartement est maintenue à un angle de 30 à 45°, enfoncée dans la goutte jusqu’à ce que le sang se propage le long de son bord, puis poussée doucement vers l’avant pour créer un bord en plumes. Le frottis idéal présente une transition progressive d’épais à fin, le bord en plumes occupant 1 à 2 cm de la longueur de la lame. Le frottis doit être rapidement séché à l’air en agitant la lame. Les artefacts courants comprennent des trous (sang gras, séchage lent), une épaisseur irrégulière (pression d’épandage inégale) et une longue queue (angle d’épandage trop faible). Le frottis est ensuite fixé dans du méthanol absolu pendant 30 secondes avant coloration.
Coloration de Wright-Giemsa
Les colorations de type Romanowsky (combinaison Wright, Giemsa ou Wright-Giemsa) sont la norme pour la coloration des frottis sanguins. Ces colorations contiennent de l’azur B (basique, colore les acides nucléiques en bleu-violet) et de l’éosine Y (acide, colore l’hémoglobine et les granules éosinophiles en rouge orange). Le protocole de coloration consiste à inonder le frottis fixe avec le colorant Wright pendant 1 à 2 minutes, puis à ajouter une solution tampon pendant 2 à 4 minutes pour favoriser la coloration différentielle, suivi d’un rinçage à l’eau. Les frottis correctement colorés montrent des globules rouges rose-rouge, des noyaux et des ARN bleu-violet et des couleurs de granules distinctes. Une coloration excessive produit des couleurs sombres et boueuses ; la sous-coloration donne des cellules pâles et peu différenciées.
Examen systématique des frottis
L’examen commence à faible puissance (objectif 10 ×) pour évaluer la qualité globale, sélectionner la zone de comptage optimale et identifier les anomalies dans la distribution des globules blancs (effet de bord dans la lymphocytose ou LLC), les amas de plaquettes au bord des plumes et les rouleaux de globules rouges ou l’agglutination. L’évaluation différentielle des globules blancs et l’évaluation morphologique sont effectuées par immersion dans l’huile 50 × ou 100 × dans la zone de comptage – la zone où les globules rouges se chevauchent légèrement sans s’empiler. Au moins 100 WBC sont comptés et classés pour le différentiel manuel. L’examen couvre trois aspects en séquence : l’estimation et la morphologie des plaquettes, la morphologie des globules rouges (taille, forme, couleur, inclusions) et la morphologie et différentielle des globules blancs.
Évaluation morphologique des globules rouges
Les anomalies de forme des globules rouges (poïkilocytes) fournissent des indices diagnostiques. Les sphérocytes (petits, denses, sans pâleur centrale) suggèrent une sphérocytose héréditaire ou AIHA. Les schizocytes (cellules fragmentées) indiquent une anémie hémolytique microangiopathique (TTP, HUS, DIC). Les drépanocytoses confirment la drépanocytose. Les cellules cibles sont observées dans la thalassémie, les maladies du foie et la maladie HbC. Les elliptocytes suggèrent une elliptocytose héréditaire. Les cellules en forme de larme (dacrocytes) avec des globules rouges nucléés suggèrent une myélofibrose ou une infiltration médullaire. Les acanthocytes (cellules éperon) sont présents dans les maladies du foie et l’abétalipoprotéinémie. Les échinocytes (cellules de bavures) sont souvent des artefacts mais peuvent indiquer une urémie. Les inclusions de globules rouges comprennent les pointillés basophiles (empoisonnement au plomb, thalassémie), les corps de Howell-Jolly (post-splénectomie, anémie mégaloblastique), les corps de Pappenheimer (anémie sidéroblastique, thalassémie) et les anneaux de Cabot (anémie mégaloblastique, myélodysplasie).
Évaluation de la morphologie des leucocytes
Au-delà de la numération différentielle, des caractéristiques morphologiques des leucocytes sont notées. Une granulation toxique (granules de neutrophiles sombres et grossiers), des corps de Döhle (inclusions cytoplasmiques bleu pâle) et une vacuolisation indiquent une infection ou une inflammation. Les neutrophiles hypersegmentés (> 5 lobes) suggèrent une anémie mégaloblastique. L’anomalie de Pelger-Huët (noyaux bilobés et pince-nez) est une maladie héréditaire bénigne mais peut être acquise dans la myélodysplasie. Les blastes sont identifiés par un rapport nucléaire/cytoplasmique élevé, une chromatine ouverte, des nucléoles proéminents et un cytoplasme basophile, et leur présence déclenche une enquête plus approfondie par cytométrie en flux. Les lymphocytes atypiques (cytoplasme basophile volumineux et abondant, noyau échancré) sont caractéristiques de l’infection par l’EBV.
Estimation et morphologie des plaquettes
La numération plaquettaire est estimée à partir du frottis en comptant les plaquettes dans 10 champs d’immersion dans le pétrole et en multipliant par 15 à 20 × 10⁹/L. Cela permet une vérification rapide du décompte automatisé. Des plaquettes géantes, des plaquettes grises (sans granules) ou des amas de plaquettes sont notés. La présence de mégathrombocytes suggère une augmentation du renouvellement plaquettaire, comme le montre ITP.
Rapports et corrélation
Le rapport PBS doit décrire la qualité du frottis, le nombre de cellules estimé et toutes les anomalies morphologiques en utilisant une terminologie standardisée. Les résultats sont corrélés aux [paramètres CBC] automatisés (/guides/introduction-to-the-complete-blood-count.html) et aux informations cliniques. Le PBS effectue souvent des tests supplémentaires tels que l’électrophorèse de l’hémoglobine, les tests enzymatiques RBC, la cytométrie en flux ou l’analyse cytogénétique.
